摘要：为进一步探讨黄瓜耐弱光性的特性，以戴多星和津研2号2个黄瓜品种为实验材料，研究了弱光胁迫（光照强度75~100 μmol·m-2·s-1）对其生理生化指标、光合活性、荧光特性、Rubisco活性、Rubisco大小亚基蛋白含量及基因表达的影响，对照组光照强度为600μmol·m-2·s-1。结果表明，弱光处理后，黄瓜气孔发育受到抑制，气孔开张度、气孔密度和气孔指数均有所降低，且津研2号表现更为明显，所有指标均降低20%以上。黄瓜叶片叶绿素含量、植株净光合速率（Pn），气孔导度（Gs），PSII实际量子效率（ΦPSII），Rubisco活力、Rubisco大小亚基蛋白含量及基因表达均明显降低，津研2号所有指标均下降30%以上。与津研2号相比，戴多星的色素含量较高，光能捕获和利用能力较强，分配于光合作用的量子产量较高，Rubisco活性、Rubisco大小亚基蛋白含量及大小亚基基因表达较高，因而Pn与对照相比降低较少（30.9%，津研2号下降54.5 %），表现出较强的耐弱光性。本研究结果为黄瓜耐弱光机理的深入研究及耐弱光黄瓜品种的选育栽培提供了参考依据。
  关键词：黄瓜；弱光；光合特性；Rubisco活力
  黄瓜（Cucumis sativus L.）是我国冬春季日光温室栽培的主要蔬菜之一。在冬春季日光温室黄瓜生产中，光照是引起温度、湿度等一系列环境条件变化的重要因素，是影响日光温室黄瓜生长发育的首要环境因子。北方冬春季光照时间较短，光照较弱，易形成设施内弱光逆境，限制冬春季日光温室内黄瓜的生长发育。弱光可以通过控制光合机构的组成和活性调节光合特性，引起植株电子传递受阻，碳同化酶活性降低，光合能力下降，从而影响其生长[1]。有关日光温室弱光对蔬菜光合特性影响的研究表明，弱光促使黄瓜、辣椒等蔬菜作物气孔关闭，降低了净光合速率（Net photosynthetic rate，Pn），从而影响其生长[2-4]。Rubisco（1,5-二磷酸核糖酮羧化酶/加氧，Ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase，E.C.4.1.1.39）是植物进行光合碳同化的关键酶，其蛋白含量约占植物体内蛋白的50%，但其催化效率很低，Rubisco成为作物光合速率非气孔限制的重要因素[5-7]。Zhou等[8]研究表明，不同基因型黄瓜在低温弱光胁迫下较低的电子传递速率及光系统Ⅱ吸收的光能有少部分应用于光化学反应，从而影响光合作用。但是对于不同基因型黄瓜弱光下光合特性变化与Rubisco关系的研究较少。因此，探究弱光下不同基因型黄瓜品种Rubisico对光合作用的调控具有重要意义，本试验主要研究了弱光对不同黄瓜品种生理生化特性、光合特性及Rubisco含量和活性的影响，旨在为黄瓜耐弱光机理的深入解析及耐弱光黄瓜品种的选育栽培提供一定的理论依据。
  1 材料与方法
  1.1 试验材料与设计
  供试黄瓜品种为荷兰瑞克斯旺（RIJK ZWAAN）公司选育的戴多星（Deltastar）和天津科润黄瓜研究所选育的津研2号(Jinyan 2)。
  试验在人工气候室内进行。供试材料播种于12 cm×12 cm黑色塑料营养钵内，培养基质由草炭、蛭石按体积比2：1混合而成，常规管理。待幼苗长至三叶一心时，挑选长势一致的植物进行光照处理。一半植株进行75~100 μmol·m-2·s-1弱光处理，另一半植株为对照组，进行光强为600 μmol·m-2·s-1的光照处理，共4个处理，即戴多星对照（CT-D）、戴多星弱光处理（LL-D）、津研2号对照（CT-J）、津研2号弱光处理（LL-J），光源为人工光源，每日光照时数10 h，气温25℃（昼）/18℃（夜）。处理20 d后对功能叶片进行光合、荧光指标测定，并对进行生长指标及生理生化指标测定的功能叶片取样，每次取样时间在植株光照2 h左右。取样时，每个处理选用4株，重复3次。样品在-80℃保存备用。各指标均重复测定3次，取平均值。
  1.2测定方法
  1.2.1幼苗生长的观测
  植株株高用钢卷尺（1 mm），茎粗（取茎基部第1节）用游标卡尺（0.02 mm），叶面积用硫酸纸描叶称重法[9]，比叶重用叶圆片称重法测定。
  1.2.2气孔观察
  不同栽培品种黄瓜植株在处理20 d后，功能叶片主脉两侧1 cm处取4 mm×4 mm的方形叶块置于盛有2.5％戊二醛固定液中固定。抽气直到叶片完全浸入固定液，经梯度脱水、临界点干燥、粘台喷金后，在S-3400N型扫描电镜（日本HITACHI公司）下，随机选取各处理叶片15~20个视野，观察叶片上表皮、下表皮的气孔及表皮细胞的形态特征，统计单位视野内气孔数及表皮细胞数，计算气孔密度（Stomatal density，SD）、表皮细胞密度（Epidermal  density，ED），用扫描电镜(S-3400N, HITACHI公司,日本)自带图像测量系统测定气孔器及气孔口长、宽，并选取典型视野进行数码拍照。计算叶片的气孔指数（Stomatal index，SI）=SD/（SD+ED）、单片叶气孔数=气孔密度×叶面积、气孔比率（Stomatal ratio，SR）=上表皮气孔数/下表皮气孔数（同一叶片）。
  1.2.3叶片光合色素含量和光合作用参数的测定

  叶片光合色素采用95％乙醇浸提法，在 Lichtenthaler等[10]研究的基础上进行改进。用Φ6 mm 金属打孔器避开叶片粗大叶脉打叶圆片（30片），随即浸入盛有95％乙醇的20 mL的刻度试管，黑暗处静置48 h（叶圆片变白）后，利用紫外可见分光光度计（UV 752，上海精科公司，上海）在665、649、470 nm 3个波长下比色，记录A665、A649、A470。计算总叶绿素（Chls）的含量及叶绿素a/b（Chla/b）。

  黄瓜植株在人工气候室内照光2 h后，用LI-6400 光合仪（美国LI-COR 公司, 主程序OPEN5.1）测定叶片净光合速率（Pn）、气孔导度（Stomatal conductance，Gs）、胞间CO2浓度（Intercellular CO2 concentration，Ci）。叶室（2 cm×3 cm）内设定温度为25℃，对照光强（6400-02B 红蓝光源）600 μmol·m-2·s-1，弱光处理光强为100 μmol·m-2·s-1。叶室内设定温度为25℃，采用开放气路，Ca为400±10 μmol·mol-1，叶室内设定空气流速（F）为500 μmol·m-2·s-1。
  1.2.4荧光指标的测定
  使用PAM2100荧光仪（德国WALZ 公司，主程序DA-2100）测定叶片叶绿素a荧光。测定前用暗适应叶夹（DLC-8）将叶片暗适应20 min。采用Run3（记录诱导曲线并进行猝灭分析）程序测定。设定饱和脉冲模式，标准参数设置，采点率10 ms/点。测定初始荧光（Fo），最大荧光（Fm），光下最大荧光（Fm′）和下最小荧光（Fo′），4次重复。计算最大光化学效率（Fv/Fm）=（Fm-Fo′）/Fm、实际光化学效率（ΦPSII）=（Fm′-Fs）/Fm′、非光化学荧光猝灭NPQ= Fm/Fm′-1。
  1.2.5 叶片可溶性蛋白及Rubisco含量的测定
  取0.1 g叶片加液氮固定并迅速磨成粉状，加1mL提取液[50 mM Tris–HCl（pH值7.5），1 mM EDTA-Na2，1 mM MgCl2，12.5%（v/v）glycerine（v/v），1% polyvinylpyrrolidone （PVP）聚乙烯吡咯烷酮以及10 mM β-mercaptoethanol]匀浆，冰上放置30 min后，15000 r·min-1离心15 min，上清夜即为酶粗取液，整个过程在0~4℃下进行。叶片可溶性蛋白含量的测定采用考马斯亮蓝G250比色法[11]。SDS-PAGE及Western blotting 分析参照文献[12]，并略有改动。Rubisco大、小亚基的分离采用聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）不连续缓冲体系，电泳后凝胶用考马斯亮蓝R250染色。Western blot是将SDS-PAGE电泳胶上的多肽经法玛西亚电泳系统电转移到PVDF膜（0.45 μm）上，随后经过封闭，一抗，二抗反应液处理后，加入BCIP/NBT底物反应液，置暗处显色。Alpha凝胶成像系统照相。
  1.2.6 Rubisco活力的测定
  Rubisco活性的测定参照郑炳松的方法[12]，利用分光光度法根据NADH2被氧化后，通过340 nm波长下的吸光度的变化值，求出RuBP羧化酶的活力。Rubisco反应介质为50 mM Hepes-KOH（pH 值8.0）,1 mM EDTA, 20 mM MgCl2, 2.5 mM dithiothreitol（DTT）。反应体系为10 mM NaHCO3, 5 mM ATP-Na2, 5 mM Phosphocreatine disodium hydrate, 0.15 mM NADH2, 5U 磷酸肌酸激酶, 5U 磷酸甘油酸激酶, 5U 3-磷酸甘油醛脱氢酶, 测定时先加入0.05 mL酶提取液，调零后，再加入0.03 mL 0.01 mM RuBP。在340 nm下测定初始活力。
  在测定酶活前，先对酶液进行活化。50 μL粗酶液放于100 μL活化液中（33 mM Tris–HCl, pH值7.5, 0.67 mM EDTA, 33 mM MgCl2, 10 mM NaHCO3），在30℃活化15 min，然后加入反应液，待温度达到测定温度时迅速加入RuBP，按初始活力的测定方法记录OD值。
  1.2.7 Rubisco和RCA基因表达
  取黄瓜叶片0.1~0.2 g，用液氮迅速充分研磨后转入2 mL离心管中，立即加入65°C 1 mL 细胞裂解液，剧烈震荡30 s。按照试剂盒说明书提取RNA（天泽，北京），反转录后（Promega, Madison, WI, USA）分别对Rubisco大亚基（rbcL）、小亚基（rbcS）及RCA（rca）mRNA进行荧光定量PCR（IQ5，Bio-Rad, USA），内参基因为Actin基因。目的基因及Actin基因引物见表1。

Table1 Primers for gene expression analysis using real-time PCR

  1.3 数据分析
  数据均取3次重复的平均值，分别用Microsoft Excel2010处理数据和作图，用SPSS13.0软件对数据进行单因素方差分析，并运用Tukey HSD检验法对显著性差异(P<0.05)进行多重比较。
  2 结果与分析
  2.1弱光对黄瓜植株生长特性的影响
  由表2可知，生长在100 μmol·m-2·s-1下戴多星的株高比600 μmol·m-2·s-1光强下植株增加39.8%，而津研2号株高降低34.4%，均达显著水平（P<0.05）。戴多星及津研2号在100 μmol·m-2·s-1光强处理后叶面积分别比对照增加29.1%和6.6%；在对照光强下，戴多星跟津研2号的比叶重基本相同，但是在弱光处理后，戴多星及津研2号比叶重分别降低35.7%和22.1%，可溶性蛋白的含量比对照降低47.9%和60.0%，总叶绿素含量分别降低16.8%和29.6%，叶绿素a/b的含量分别降低11.9%和36.8%，光合色素Chlb含量的提高使得植株叶片对弱光的吸收和利用能力增强。

Table2 The results of plant growth and leaf characteristics of Deltastar and Jinyan No.2 grown under different light

注：CT-D和CT-J：戴多星和津研2号分别生长在600 μmol·m-2·s-1；LL-D和LL-J:戴多星和津研2号分别生长在100 μmol·m-2·s-1。不同小写字母表示处理间差异显著（P<0.05）。下同。

Notes：CT-D and CT-J: Deltastar and JY 2 plants grown at 600μmol·m-2·s-1, respectively. LL-D and LL-J: Deltastar and JY 2 plants grown at 100 μmol·m-2·s-1, respectively. Different small letters show significant difference between treatments at 0.05 level. The same as following.

  2.2弱光对黄瓜幼苗叶片气孔和表皮细胞形态的影响
  由图1-C、G、K、O可知，黄瓜的气孔主要分布在叶片的下表皮。对照光下，黄瓜下表皮细胞较小，排列不整齐，且细胞的形状不固定，且彼此交错契合较难辨认，气孔多下陷，表皮细胞与气孔周围交界处皱褶多且深，保卫细胞角质层较为平滑平整 （图1-C、D、K、L）。与对照相比，弱光下的下表皮细胞变大，表面扭曲起伏，彼此交错，甚至部分重叠 （图1-G、H、O、P）；气孔基本与表皮平齐或略显外突，保卫细胞的角质层具有明显的环状皱褶，周围表皮细胞角质层高低起伏并有皱褶重叠。

图1 不同光照下黄瓜叶片上下表皮及其气孔

Fig.1 Upper and lower epidermal surface and stomata of cucumber seedlings under different light
注：A、C：戴多星对照光下黄瓜幼苗叶片上、下表皮（×800）；B、D：戴多星对照光下黄瓜幼苗叶片上、下表皮气孔（×4000）
E、G：戴多星弱光下黄瓜幼苗叶片上、下表皮（×800）；F、H：戴多星弱光下黄瓜幼苗叶片上、下表皮气孔（×4 000）；I、K：津研2号对照光下黄瓜幼苗叶片上、下表皮（×800）；J、L：津研2号对照光下黄瓜幼苗叶片上、下表皮气孔（×4000）；M、O：津研2号弱光下黄瓜幼苗叶片上、下表皮（×800）；N、P：津研2号弱光下黄瓜幼苗叶片上、下表皮气孔（×4000）
Notes：A.C: Upper or lower epidermal surface and stomata of Deltastar under control light. B.D: Enlarged stomata of upper or lower epidermal stomata of Deltastar under control light. E.G: Upper or lower epidermal surface and stomata of Deltastar under low light. F.H: Enlarged stomata of upper or lower epidermal stomata of Deltastar under low light. I.K: Upper or lower epidermal surface and stomata of JY 2 under control light（×800）. J.L: Enlarged stomata of upper or lower epidermal stomata of JY 2 under control light（×4000）. M.O: Upper or lower epidermal surface and stomata of JY 2  under low light（×800）. N.P: Enlarged stomata of upper or lower epidermal stomata of JY 2 under low light（×4000）.
表3 弱光对黄瓜幼苗叶片气孔密度、气孔器大小及气孔器开度的影响
Table3 Effects of low light on stomatal density, guard cells size and stomatal openness of leaves in cucumber seedlings

  为了更明显的呈现弱光对不同品种间气孔的影响，对气孔密度及气孔器大小等指标进行了统计。由表3可知，弱光处理后的植株叶片上下表皮的保卫细胞都有些变小，气孔开张度都有所下降。其中弱光处理后2个品种下表皮气孔的开张度都明显降低（戴多星弱光VS 对照光下表皮气孔开展度：4.34×0.36 VS 6.34×2.28;津研2号弱光 VS 对照光下表皮气孔开展度：4.38×0.35 VS 8.98×3.18），而弱光处理后津研2号上表皮气孔的开张度下降比例（津研2号弱光 VS 对照光上表皮气孔开展度：5.16×0.22 VS 5.32×1.05）明显大于戴多星（弱光 VS 对照光上表皮气孔开展度：4.62×0.28 VS 4.85×0.35）。
  弱光处理后，2个黄瓜品种叶片上下表皮气孔密度与对照相比有所下降。其中上表皮的降幅较大，戴多星下降 28.4%，津研2号下降33.5%；而戴多星和津研2号下表皮气孔密度下降比例分别为 8.4%和14.0 %。在弱光处理后，其上下表皮气孔指数、单片叶气孔数及气孔比率呈现减小趋势，且津研2号在弱光处理后，下降比率较大。2个品种戴多星和津研2号弱光处理后上表皮气孔指数下降比例分别为18.2%和150.0 %，下表皮气孔密度下降比分别为 29.4%和 81.2%，气孔比率下降比例分别为18.9%和23.3 %。
  弱光处理后，黄瓜叶片上下表皮气孔器变短，气孔数变少，叶片气孔指数及气孔比率都有所降低，尤其是津研2号。这表明弱光抑制了黄瓜幼苗叶片的气孔的形成及生长，对津研2号的抑制大于戴多星。
  2.3 弱光对黄瓜叶片光合特性的影响
  由图2可知，弱光下生长的黄瓜植株，净光合速率有明显的降低。其中戴多星弱光处理后净光合速率下降30.9%，津研2号下降54.5 %，均达显著水平（P<0.05）。弱光下植株叶片胞间CO2浓度增加，戴多星增加54.3%，津研2号增加了29.6 %。弱光处理后气孔导度则有所降低，戴多星下降6.1%，津研2号下降32.1%。

  图2 弱光对黄瓜叶片中净光合速率（A），胞间CO2浓度（B），气孔导度（C）的影响
Fig.2 Effects of low light on Pn (A), Ci (C) and Gs (B) of leaves in cucumber seedlings
  2.4 弱光对黄瓜叶片荧光特性的影响
  由图3-A可知，各处理光化学Fv/Fm在0.8左右，与对照相比，弱光处理后无显著差异，2个品种间差异也较小。弱光处理后，叶片PSⅡ的实际原初光能捕获效率ФPSⅡ降低（图3-B）。由图3-C可知，非光化学猝灭系数NPQ的变化趋势与ФPSⅡ相反。弱光下植株叶片热耗能明显高于对照光下生长植株。戴多星非光化学猝灭系数NPQ增加61.8%，津研2号增加52.4 %。弱光下生长的植株，叶片光系统Ⅱ吸收的光能大部分用于光化学反应，因此，较少部分用于非光化学能的耗散。

图3 弱光对黄瓜叶片Fv/Fm (A), ФPSⅡ (B) 和NPQ (C)的影响
Fig.3 Effects of low light on Fv/Fm (A), ФPSⅡ (B) and NPQ (C) in cucumber seedlings

2.5 弱光对黄瓜叶片Rubisco活性的影响

  图4 弱光对黄瓜叶片Rubisco初始活力（A），总活性（B）及活化力（C）的影响
Fig.4 Effects of low light on Initial Rubisco activity (A, B), total Rubisco activity (C, D) and Rubisco activation rate (E, F) in cucumber leaves
  由图4可知，与对照相比，弱光下黄瓜的Rubisco初始活力下降，其中戴多星降64.9%，津研2号下降77.1 %，均达显著水平（P<0.05）。津研2号弱光处理后较对照Rubisco活性的下降幅度明显大于戴多星。Rubisco总活力及活化力变化与初始活力相一致，其中戴多星弱光处理后总活力下降43.1%，津研2号下降53.6%，戴多星活化力下降39.1%，津研2号下降44.2%。Rubisco活性的变化与光合速率的变化趋势相一致，这一现象说明弱光严重影响了Rubisco的活性，从而影响光合作用。综上，戴多星较津研2号耐弱光。
  2.6 弱光对黄瓜叶片Rubisco含量的影响
  由Rubisco的不连续凝胶电泳图谱结果可知，黄瓜叶片中 Rubisco 大亚基蛋白分子量约为53KD、小亚基约为14.4 KD（图5-A）。为进一步显示弱光对Rubisco大小亚基含量的变化，进行Western blot免疫印迹分析，结果显示，弱光下，Rubisco大小亚基的含量明显减少，表明弱光可能影响了叶片中Rubisco的合成，影响Rubisco酶活，从而降低光合速率（图5-B）。

图5 弱光对黄瓜叶片中大小亚基含量的影

Fig.5 Effects of low light on Rubisco large subunit and small subunit contents
注：A ：SDS-PAGE 不连续凝胶电泳；B：Western blot免疫印迹分析。
Note: A : Sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis. B: Western blot detection.

  2.7 弱光对黄瓜叶片Rubisco大小亚基及活化酶基因表达的影响
  由图6可知，与对照相比，弱光下黄瓜叶片的rbcL，rbcS及RCA相对表达都有所下降，其中戴多星及津研2号叶片中rbcL相对表达量分别比其对照降低了51.1%，76.6%，叶片中rbcS相对表达量分别降低75.1%，84.7%，叶片中RCA相对表达量分别降低55.4%，75.8%。其中，津研2号弱光处理后较对照光下降幅度明显大于戴多星。且rbcL转录水平的变化趋势与LSU的变化趋势一致，这一现象说明弱光严重影响了rbcL，rbcS 及RCA基因表达，从而影响Rubisco及其RCA的合成。

  图6 弱光对黄瓜叶片rbcL、rbcS及RCA表达的影响
Fig.6 Effects of low light on Relative transcript levels of rbcL (A), rbcS (B) and rca (C) in cucumber leaves 
3 讨论
  光照是影响植株生长发育和光合作用的重要因素。本试验中，弱光胁迫后，幼苗植株叶片变大变薄，使植物能够更有效地利用光能，抵抗潜在的光胁迫。这与朱艳蕾等[13]的研究结果相同。弱光降低了黄瓜叶片的叶绿素a、叶绿素b和总叶绿素含量，津研2号降幅小于戴多星，这与ΦPSII的变化趋势相一致。叶绿素荧光参数可表征植物PSII的运行状态，弱光处理后，与对照相比 Fv /Fm无明显变化，NPQ增加，表明弱光处理后植株通过加快热耗散最大程度的保护ФPSⅡ抵御光抑制的伤害[14]。这与光系统Ⅱ电子效率的降低调节了光合电子传递效率的下降以及CO2同化效率的降低相一致[15-17]。
  弱光胁迫后，黄瓜叶片Pn明显降低，戴多星降幅较小。弱光抑制了黄瓜幼苗叶片气孔的形成及发育。弱光胁迫后，黄瓜叶片上下表皮气孔器变短，气孔数减少，气孔开张度变小，致使Gs下降，进入叶片内部参与光合作用CO2的相应减少，不利于光合作用的进行。但品种间存在差异，津研2号弱光处理植株叶片气孔导度降幅（与其对照相比）较戴多星大，表明其气孔发育受到抑制更为明显。
  光合作用的限制因素可分为气孔限制因素和非气孔限制因素，若Pn降低，Gs 和Ci 随之降低，表明气孔因素占主导地位；若Pn 和Gs 降低，Ci 反而增加，表明非气孔因素为主要限制因子[18]。本试验中，随着Pn的降低，Ci 反而增加，因此，弱光下黄瓜光合作用下降主要是由非气孔因素限制，如光合作用关键酶Rubisco羧化活性下降、无机磷Pi限制等，阻碍叶肉细胞对CO2的利用，从而导致Ci的积累[8,19]，并且导致了光反应中PSII电子传递的反馈抑制，这与低温弱光引起甜椒光合作用下降主要是非气孔因素导致相一致[20-21]。
  Rubisco作为光合碳同化的关键酶，其活性高低直接影响光合速率。诸多研究表明, 影响植物光合作用的各种生态因子都通过Rubisco而起作用，而Rubisco在光照和活化酶的条件下才能够活化[22-24]。本试验结果表明，Rubisco初始活力、总活力及活化力对弱光的响应与Pn具有很强的一致性。说明弱光严重影响了Rubisco的活性，从而影响光合速率。这与拟南芥[25]，烟草[26]及土豆[27]中Rubisco的活性调节了光合活性一致。Western blot 分析表明，在弱光下生长的黄瓜植株叶片内Rubisco的大小亚基蛋白含量明显低于在正常光下生长的植株，这与在高光照下生长的植物Rubisco的含量明显高于低光照下生长的植物相一致[28]。 
  通过对rbcL、rbcS转录水平分析发现，弱光下生长的黄瓜植株，rbcL，rbcS 及RCA转录水平都有所下降，并且rbcL，rbcS的转录水平与Rubisco大小亚基含量的变化相一致，这与水稻中rbcS转录水平调控Rubisco全酶合成及在水稻叶片衰老过程中Rubisco大亚基蛋白含量与rbcL mRNA的转录水平相一致[5,22,29]。Wostrikoff等[30]发现在转基因烟草中，rbcL的转录水平与LSU蛋白的合成具有很大的相关性，它甚至可以影响SSU蛋白的合成。综上，弱光胁迫后，Rubisco大小亚基基因表达及蛋白合成受到抑制，从而影响Rubisco活化力下降，引起黄瓜植株光合功能降低。
  4 结论
  弱光处理后，黄瓜叶片气孔开张度变小，叶片光合色素含量降低，光合电子传递活性减弱，Rubisco活性及活化力降低，Rubisco大小亚基含量及表达水平有所下降，从而影响光合速率。与津研2号相比，耐弱光性较强的戴多星保持较高的色素含量、净光合速率以及Rubisco活性、大小亚基蛋白含量及表达，并且光能捕获和利用能力较强，分配于光合作用的量子产量较高，用于非调节性热能耗散的量子产量较低，这些参数可以作为衡量黄瓜耐弱光性的指标。
  参考文献：
[1]贺国强，张鹏飞，张会慧，陈页磊，王佳旭，王长坤，元野．弱光烟草幼苗低温后不同光强下叶片的光能利用特点[J]. 核农学报，2016，30( 6) : 1234 - 1239
[2]何勇，符庆功，朱祝军．低温弱光对辣椒叶片光合作用叶绿素荧光猝灭及光能分配的影响[J]．核农学报，2013，27(4):279-286
[3]李伟，眭晓蕾，王绍辉，关秋竹，胡丽萍，周明，孟凡珍，张振贤．黄瓜幼苗不同叶位叶片光合特性对弱光的响应[J]．中国农业科学，2008，41(11):3698-3707
[4]眭晓蕾，毛胜利，王立浩，李伟，张宝玺，张振贤．低温对弱光影响甜椒光合作用的胁迫效应[J]．核农学报，2008，22(6):880-886
[5]Suzuki Y, Makino A. Availability of Rubisco small subunit up-regulates the transcript levels of large subunit for stoichiometric assembly of its holoenzyme in rice[J]. Plant Physiology, 2012,160(1) :533-540
[6]Sun J L, Sui X L, Wang S H, Wei Y X, Huang H Y, Hu L P, Zhang Z X.The response of rbcL, rbcS and rca genes in cucumber (Cucumis sativus L.) to growth and induction light intensity[J]. Acta Physiologiae Plantarum,2014, 36(10):2779-2791
[7]Suzuki Y, Miyamoto T, Yoshizawa R, Mae T, Makino A. Rubisco content and photosynthesis of leaves at different positions in transgenic rice with an overexpression of RBCS[J] . Plant Cell and Environment,2009,32(4): 417–427
[8]Zhou Y H, Yu J Q, Mao W H, Huang L F, Song X S, Nogues S. Genotypic variation of rubisco expression, photosynthetic electron flow and antioxidant metabolism in the chloroplasts of chill-exposed cucumber plants[J]. Plant Cell Physiology, 2006,47(2):192-199
[9]Pandey S K, Singh H. A simple, cost-effective method for leaf area estimation[J]. Journal of Botany, 2011，doi:10.1155/2011/658240.
[10]Lichtenthaler H K, Gitelson A, Lang M.Non-destructive determination of chlorophyll content of leaves of a green and an aurea mutant of tobacco by reflectance measurements[J]．Plant Physiology,1996,148(4):483-493
[11]李合生．植物生理生化实验原理和技术[M]．北京：高等教育出版社，2000
[12]郑炳松．现代植物生理研究技术[M]．北京：气象出版社，2006
[13]朱艳蕾，何莉莉，都基帅．弱光下不同黄瓜品种生理适应性的研究[J]．沈阳农业大学学报，2006，37(3):331-334
[14]贺国强，张鹏飞，张会慧，陈页磊，王佳旭，王长坤，元野．弱光烟草幼苗低温后不同光强下叶片的光能利用特点[J]．核农学报，2016，30(6):1234-1239
[15]Yoo S D, Greer D H, Laing W A, McManus M T. Changes in photosynthetic efficiency and carotenoid composition in leaves of white clover at different developmental stages[J]. Plant Physiology and Biochemistry,2003,41(10):887-893
[16]许小江，黄伟忠，何勇．低温弱光下南瓜叶绿素荧光参数等变化及其与品种耐性的关系[J]．核农学报，2015，29(11):2231-2238
[17]Sui X L, Sun J L, Wang S H, Li W, Hu L P, Meng F Z, Fan Y Y, Zhang Z X. Photosynthetic induction in leaves of two cucumber genotypes differing in sensitivity to low-light stress[J]. African Journal Of Biotechnology,2011,10(12):2238-2247
[18]Farquhar G D，Sharkey T D.Stomatal conductance and photosynthesis[J]. Annual Review of Plant Physiology, 1982,33:317-345
[19]潘璐，刘杰才，李晓静，宋阳，张之为，马立国，崔世茂．高温和加富CO2温室中黄瓜Rubisco活化酶与光合作用的关系[J]．园艺学报，2014，41(8):1591–1600
[20]颉建明，郁继华，黄高宝，冯致．低温弱光下辣椒叶片PSII光能吸收和转换变化及与品种耐性的关系[J]．中国农业科学，2001，44(9):1855-1862
[21]眭晓蕾，张宝玺，张振贤，毛胜利，王立浩．不同品种辣椒幼苗光合特性及弱光耐受性的差异[J]．园艺学报，2005，32(2)：222–227
[22]Suzuki Y J， Makino A. Translational downregulation of RBCL is operative in the coordinated expression of Rubisco genes in senescent leaves in rice[J]. Journal of Experimental Botany, 2013,64 (4):1145-1152
[23]姜振升，孙晓琦，艾希珍，王美玲，毕焕改，王洪涛．低温弱光对黄瓜幼苗Rubisco与Rubisco活化酶的影响[J]．应用生态学报，2010，21(8):2045 -2050
[24]李卫芳，王秀海，王忠．小麦旗叶Rubisco和Rubisco活化酶与光合作用日变化的关系[J]．安徽农业大学学报，2006，33(1):30-34
[25]Zhang N, Schurmann P, Portis AR.Characterization of the regulatory function of the 46-kDa isoform of Rubisco activase from Arabidopsis[J]. Photosynthesis Research, 2001, 68(1):29-37
[26]Tholen D, Pons TL, Voesenek L A C J, Poorter H. Ethylene insensitivity results in down-regulation of Rubisco expression and photosynthetic capacity in tobacco[J]. Plant Physiology,2007, 144(3):1305-1315
[27]Cen Y P，Sage R F.The regulation of Rubisco activity in response to variation in temperature and atmospheric CO2 partial pressure in sweet potato[J]. Plant Physiology, 2005,139(2):979-990
[28]Kosvancova M, Urban O, Sprtova M, Hrstka M, Kalina J, Tomaskova I, Spunda V, Marek M V. Photosynthetic induction in broadleaved Fagus sylvatica and coniferous Picea abies cultivated under ambient and elevated CO2 concentrations[J]. Plant Science,2009,177(2):123-130
[29]Suzuki Y, Ohkubo M, Hatakeyama H, Ohashi K, Yoshizawa R, Kojima S, Hayakawa T, Yamaya T, Mae T, Makino A. Increased Rubisco content in transgenic rice transformed with the ‘sense’ rbcS gene[J]. Plant Cell Physiology, 2007,48(4):626–637
[30]Wostrikoff K and Stern DB. Rubisco large-subunit translation is autoregulated in response to its assembly state in tobacco chloroplasts[J]. The Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,2007,104(15):6466–6471

Effect of Low Light on Photosynthesis and Rubisco of Cucumber Seedlings
SUN Jianlei  WANG Chongqi  XIAO Shouhua  Gao Chao  LI Libin  CAO Qiwei  WANG Xiao  DONG Yumei*  JIAO Zigao*
(Shandong Branch of National Vegetable Improvement Center/Shandong Key Laboratory of Greenhouse Vegetable Biology/Institute of Vegetables and Flowers, Shandong Academy of Agricultural Sciences, Jinan, Shandong 250100)
Abstracts: In order to elucidate the tolerance of cucumber to low light irradiance, two cultivars of cucumber Deltastar and Jinyan 2 are used to determine the effect of low light stress (75~100 μmol·m-2·s-1) on plant physiological and biochemical indexes, photosynthesis, fluorescence Characteristics, Rubisco activity, Rubisco large and small subunit protein contents and their gene expression of cucumber plants, The light intensity of the control treatment was 600μmol · m-2 · s-1. Results showed that the stomata development of leaves has been restrained grown under low light, and the degree of Jinyan 2 was more apparent，and stomatal openness, stomatal density and stomatal index decreased more than 20%. After the low light treatment, leaf chlorophyll content, the net photosynthetic rate (Pn), stomatal conductance (Gs), actual quantum yield of PSII, Rubisco activity, Rubisco large and small subunit protein contents and their transcript levels had obviously decreased, and Jinyan 2 decreased more than 30%. Compared with Jinyan 2, Deltastar maintained a higher pigment content, had strong ability to capture and utilize the light energy, and higher activity, contents and expression of Rubisco. Thus Deltastar may possess low-light tolerance with a lower decrease of Pn as 30.9%, while the Pn decrease of Jinyan 2 was 54.5 %. The present study could provide basis for further investigation the mechanism of cucumber low light tolerance and selection low light tolerant cucumber varieties.
Key words: cucumber, low light, photosynthesis characteristics, Rubisco activity